OBSERVAC DE MICROORGS AL MO

Se pueden visualizar con m.O x 2 met: en fresco y empleando técnicas de tinción.

1. Observaciones en fresco de microorg

Objetivo es observar a microorg vivos y estudiar movilidad bactna. Las técnicas son:

a– mét de cámara húmeda se pone 1gota de muestra en centro del xta, y sobre ella colocar un cubre sin formar burbujas de aire.

b– técnica de gota pendiente se sitúa 1 gota de muestra en centro del cubre, y colocando encima de dicha gota el hueco de xta excavado. Luego se gira el conj y gota qdará pendiente del cubre.

c–
coloración vital se emplea para poder visualizar ciertas estruct de microorg sin causar muerte inmediata/. Se usan colorantes a muy bajas [] para ! Su tóxicidad, como rojo neutro (1:10000) y azul de metileno (1:24000). Se prepara 1cámara húmeda y añadiendo colorante x borde del cubre. Se observa al m.O. Con 10x y 40x.

d–
observación en medio viscoso se añade a la preparación 1gota de disol [sacarosa], para ¡ viscosidad del medio y obstaculizar mov de microorg. Así se podrán ver + fácil/ en m.O.

2. Observación de microorg teñidos

El objetivo es ¡ contraste de microorg frente al campo m.O. Y poder ver morfología, agrupación y estruct int. Fases de una tinción:

1-
extensión poner 1 gota de muestra, si es líq, sobre xta limpio y desengrasado y extenderla con ayuda del asa de siembra. Si es sól se pone junto con 1gota de agua esterilizada q facilite la extensión.

2- Desecación se deja secar extensión a Tª ambiente, o se acerca a llama pero sin ponerla encima de ésta

3- Fijación tiene 2 objetivos:

• Pegar microorg al xta, para q no se pierdan durante coloración y lavado.

• Desnaturalizar prot de PC o del citoplasma, haciéndolas + idóneas a penetración del colorante. Puede hacerse x ag fís como calor, pasando el xta de forma rápida 2 o 3 veces x llama de mechero. Es imxtante hacerlo con muestra desecada, pues si hubiese agua ésta herviría y bact se romperían, dificultándose su observación. Tb puede hacerse x ag quím como ác ósmico, ác org como el tricloroacético y pícrico; o sol org reductoras como acetona, alcohol 96°, alcohol en éter y otros.

4-
tinción, se utilizan sust quím (colorantes), capaces de teñir estruct org x su capacidad para unirse con dif estruct cél y tej, creando cambios de color y de densidad óptica. La mol del colorante posee 2 gr: el “cromóforo” q es xtador de color, pero no tiñe sin la ayuda del gr “auxocromo”, q no tiene color pero une el gr cromóforo a la estruct a teñir. Para ayudar a la penetración del colorante se utilizan mordientes o sust q refuerzan la acción de los colorantes, aq no tiñen, como lugol, taninos y otros.

Los colorantes se pueden clasificar: a) X su origen:
• Naturales, se dividen en org e inorg. Orgánicos pueden ser de o.Animal (ác carmínico de cochinillas) o vegetal, como clorofilas, orceína, tornasol de líqnes o el azafrán. Inorgánicos son de o.Mineral (dióxido de titanio, negro carbón, etc.) • Artificiales o sintéticos: pueden ser ácidos cuando poder colorante está en parte aniónica, y tiñen estruct básicas como citoplasma celular (eosina), básicos,poder colorante esté en parte catiónica, y tiñen estruct ácidas como núcleo celular (azul de toluidina), neutros o sales compuestas de colorante ácido y otro básico (eosinato de azul de metileno) e indif (Sudán III).

X su naturaleza quím: • Ácidos, como eosina o ác pícrico. • Básicos, como hematoxilina, azul de metileno o azul de toluidina • Neutros eosinato de azul de metileno.

5- Desecación puede realizarse al aire, o aprox xta al mechero

6-
observación se realiza con objetivo de inmersión 100x, situando previa/ 1 gota de aceite de inmersión sobre extensión ya seca. No se pone cubre.

TINCIÓN DE GRAM. Fundamento

Bact previa/ fijadas se tiñen 1º con colorante básico como cristal de violeta, dp se bañan con lugol, el mordiente q forma un complejo con cristal violeta q hace q colorante se fije a pared bactna. Dp se añade decolorante (alcohol-acetona) de forma q unos microorg, dependiendo de comp de su pared bactna, son decolorados (Gram -), mt q otros no lo son (Gram +) y qdarán teñidos de azul. Final/ se aplica colorante de contraste ác, como safranina q teñirá bact q se habían decolorado (Gram -) de color rojo. La diferencia que se observa en resistencia a decoloración, se debe a q memb ext de Gram – es soluble al alcohol/acetona. La capa de peptidoglucano q posee es demasiado delgada como para poder retener complejo cristal violeta/yodo que se formó previa/, y se escapa, perdíéndose la coloración. X contra, Gram +, al poseer PC + gruesa y resistente y con > proporción de peptidoglicanos + ac teicoicos, q no son susceptibles a acción del solvente org, sino q actúa deshidratando los xos cerrándolos, lo q impide q pueda escaparse complejo cristal violeta/yodo, manteniendo la coloración azul-violácea.
Reactivos • Cristal violeta • Lugol • Alcohol-acetona • Safranina

TINCIÓN ÁC-ALCOHOL RESISTENTE. Fundamento

La coloración de Ziehl-Neelsen requiere calentamiento para q colorante carbofucsina atraviese pared bacteriana que contiene ceras. Al suspender el calentamiento y enfriar con agua, provoca 1 nueva solidificación de AG (ác.Micólicos) de modo q colorante ya no puede salir de bact, qdarán teñidas de rojo. Al añadir el decolorante (ác-alcohol) las bact q no sean bacilos ác-alcohol resistentes se desteñirán qdando sola/ teñidas de rojo los B.A.A.R. Ej micobact.
Reactivos • fucsina-fenol • azul de metileno • mezcla de ácido y alcohol

TÉCNICAS DE RECUENTO

Con técnicas de aislamiento, se puede saber si microorg está presente o ausente en muestra, pero sin q se conozca el nº. Para realizar cuantificación existen técnicas de recuento q nos dicen nº microorg q hay en vol dado de muestra.

1. Presencia-ausencia de microorg (P/A)

Cuando microorg han estado sometidos a cond adversas, como Tª extremas y desecación, o bien son de crecimiento lento o difíciles de cultivar, se aplican técnicas para det presencia o ausencia del microorg en muestra, aq no se det el nº. Es propio para det la presencia de gérmenes, q puedan suponer riesgo para salud. Ej. Salmonella. Consiste en favorecer cond necesarias en medio de cultivo para q proliferen microorg q estamos investigando. Consta de 5 fases:

Enriqcimiento previo no selectivo. Se efectúa cuando se cree q microorg están debilitados o en malas cond. Se usan medios líq ordinarios.

Enriqcimiento selectivo. La muestra se incuba en medios líq q ayudan al desarrollo selectivo de microorg buscados e inhiben a los otros.

Aislamiento en estría. X mét de siembra en estría en superf de un medio selectivo y diferencial.

Nuevo aislamiento. En medios de cultivo ordinarios, para obtener cultivos puros.

Identificación de microorg x pruebas específ.

Se informa expresando: presencia o ausencia del microorg investigado, en ml de muestra inoculados en fase de enriqcimiento previo no selectivo.

2. Diluciones decimales múltiples

Cuando se cree q nº microorg de muestra puede ser tan alto q no será posible contar colonias dp de sembrar en placa.
Se realizan diluciones de muestra original. Finalidad es q en 1 de estas diluciones tenga nº colonias idóneo para q puedan ser contadas cuando se siembren en medio adecuado. Los diluyentes empleados son: solución salina fisiológica estéril o SSF (NaCl 0,9%) y agua de triptona o agua de peptona 0,1%. No axtan nutrientes, para q no proliferen microorg y q se altere nº de muestra original.
Procedimiento es 8:

Preparar tantos tubos de ensayo con 9ml de diluyente, como diluciones de muestra a realizar.

Preparar tantas pipetas de 1ml, como diluciones de muestra a efectuar.

Esterilizar material en autoclave y rotular tubos.

Homogeneizar muestra, tomar 1ml con pipeta estéril y ponerlo en tubo de dilución 1º. Homogeneizar tubo. Así se logra dilución 1/10. Opciones para homogenizar diluciones: – Depositar muestra o dilución con pipeta estéril, sobre paredes int del tubo, agitando manual/ 20s, hasta lograr suspensión homogénea de bact. – Para cada dilución, se carga y se descarga pipeta 3 veces, introducíéndola en diluyente, y descargando final/ en tubo con diluyente estéril. – Utilizando homogeneizador eléctrico para tubos. Misma forma q en punto 1.

De este 1º tubo se toma 1ml con pipeta estéril dist a la ant y se deposita en 2º tubo de dilución. Se procede de = forma y se obtiene dilución de 1/100.

Este proceso se repite hasta obtener nº de diluciones deseadas.

Una vez preparadas diluciones, sembrar en placa antes de 15’.

Valorar resultados.

LAS TÉCNICAS DE RECUENTO de m.O. Son:

1. Recuento en placa

Permite establecer nº microorg q puede haber en muestra. Los microorg se siembran en placa, esperando q se desarrollen y formen colonias (UFC). X este mét se det solo «cél viables» en las cond del análisis (nutrientes presentes, Tª de incubación, etc.).

A. Siembra incorxada al medio, en caliente

Consiste en depositar 1 cant de muestra líq, normal/1ml, en placa Petri vacía y post/ añadir medio sól fundido a 45°C. Se combina con diluciones decimales de muestra y se aplica para aislar colonias en recuento de microorg viables. (Ej. Bact aerobias totales a 37°C y 22°C) Hay 2 proced:

Procedimiento 1°

1. Preparar tubos de ensayo con medio de cultivo correspondiente, con 15ml x tubo.

Preparar diluciones decimales de muestra.

Fundir medio de cultivo contenido en tubos y calentar en baño maría a 45°C. 4. Depositar 1ml de c/ dilución de muestra en placas estériles, vacías. Se procede de dilución > a <.>5.
Añadir a cada placa 15ml del medio de cultivo, previa/ fundido a 45°C.

Homogeneizar inmediata/, dando un mov de rotación en 2 sentidos. Placa apoyada en mesa en posición horizontal. Esperar a q solidifiq medio.

Incubar en posición invertida.

Procedimiento 2°

Pasos 1, 2 y 3 = q ant 4.
Depositar 1ml de cada dilución en tubos con medio de cultivo, previa/ fundido a 45°C. Se procede de dilución > a <.>5.
Homogeneizar cada tubo x rotación.

Depositar el contenido de tubos en placas estériles.

Homogeneizar y esperar a q solidifiq el medio.

Incubar en posición invertida.

B. Siembra en superficie con asa de vidrio

Consiste en poner peq cant de muestra, o diluciones (normal/ 0,1ml) sobre superf de medio de cultivo sól, de una placa Petri. Dp se extiende con asa de vidrio o asa de Driglasky, aplicando mov combinado de vaivén al asa y de rotación a placa, q se apoya horizontal/ en mesa, qdando absorbida uniforme/ x toda superf del medio. Se utiliza para aislar y cuantificar colonias. Procedimiento:

Preparar diluciones de muestra.

Depositar 0,1ml de muestra o de diluciones, sobre superf del medio solidificado de placa de Petri, con pipeta graduada estéril. Se procede de dilución > a <.>3.
Extender muestra con asa de Driglasky, previa/ flameada con alcohol. Aplicar mov combinado de vaivén+rotación.

Flamear con alcohol el asa de Driglasky.

Reposar a Tª ambiente sobre mesa, durante 15’ 6.
Incubar en posición invertida.

Recuento en placa: lectura, interpretación y expresión de resultados

Se cuentan colonias con tamaño aprox 1mm, q disten de colonias próx x lo – una dist semejante al diámetro de colonia + peq. Si se desarrollan colonias unidas, se cuentan como 1sola. Cond ópt para recuento se dan cuando hay en cada placa entre 30 y 300 colonias. Cuando recuento es > 300 colonias, los resultados se dan como «estimación», y se cuentan las colonias en 1parte de placa, x ej, se divide placa en 4, se cuenta 1 de ellos y el resultado se multiplica x 4. Los resultados se expresan con 2 cifras, redondeando cuando sea necesario, así, 98 se redondea a 100. Hay q indicar siempre nº microorg q hay en relación con nº ml sembrado de muestra. En informe de análisis figurará: Recuento de ….. = nº de UFC/ml. Si se han realizado diluciones decimales de muestra, este nº se multiplicará x inverso del factor de dilución.

9k=

2. Filtración sobre membrana

Consiste en hacer pasar vol det de muestra líq (agua), x filtros de membrana con tamaño de xo < q=”” diámetro=”” de=”” bact,=”” para=”” q=”” qden=”” retenidas=”” en=”” filtro.=”” estos=”” se=”” depositan=”” aséptica/=”” en=”” placa=”” de=”” petri=”” sobre=”” medios=”” de=”” cultivo=”” adecuados.=”” se=”” incuba=”” a=”” tª=”” idónea=”” x=”” tiempo=”” suficiente=”” y=”” se=”” cuentan=”” colonias=”” en=”” filtro.=”” resultados=”” se=”” expresan=”” como=”” ufc=”” x=”” nº=”” ml=”” de=”” muestra.=”” gral/=”” se=”” expresan=”” respecto=”” a=”” 100=”” ó=”” 250ml=”” de=”” muestra.=”” hay=”” 100=”” cuadrados=”” en=”” el=”” filtro=”” x=”” lo=”” q=”” área=”” de=”” cada=”” cuadrado=”” peq=”” es=”” centésima=”” parte=”” del=”” área=”” de=”” filtración.=”” si=”” hay=”” +=”” de=”” 2=”” colonias=”” x=”” cada=”” cuadrado=”” peq,=”” y=”” su=”” distribución=”” es=”” regular,=”” significa=”” q=”” en=”” superf=”” de=”” filtración=”” hay=”” +=”” de=”” 200=”” colonias,=”” x=”” lo=”” q=”” se=”” puede=”” contar=”” nº=”” colonias=”” de=”” uno=”” o=”” varios=”” cuadrados=”” y=”” calcular=”” el=”” promedio=”” en=”” toda=”” el=”” área=”” filtrada.=”” cuando=”” se=”” lee=”” promedio=”” de=”” cuadrados,=”” en=”” informe=”” de=”” resultados=”” se=”” expresa=”” como=”” «estimado».=”” los=”” filtros=”” son=”” de=”” acetato=”” de=”” celulosa,=”” con=”” retícula=”” q=”” facilita=”” recuento=”” de=”” colonias.=”” se=”” considera=”” q=”” lo=”” ideal=”” es=”” q=”” se=”” desarrollen=”” entre=”” 20=”” y=”” 100=”” colonias=”” x=”” filtro=”” del=”” microorg=”” estudiado.=”” (coliformes=”” totales,=”” coliformes=”” fecales,=”” y=”” estreptococos=””>

Ventajas–
Es mét cómodo para trabajar. – Permite filtración in situ con equipos xtátiles. – Evita uso de neutralizantes de cloro, ya q se puede filtrar in situ. – Se obtienen resultados en corto plazo – Se pueden det cargas muy bajas de microorg, ya q se pueden filtrar vol desde 100 hasta 500 ml cada vez.

Inconvenientes–
Filtros se saturan con aguas turbias. – No se puede detectar presencia de gas a partir de ferment de lactosa, – Hay q efectuar diluciones de muestra, si aguas están muy contaminadas. – Sust qdan retenidas en membrana pueden inhibir crecimiento bactno.

Normal/ se filtra 100 ml, pero cuando muestra está muy contaminada, se filtran vol <, o=”” bien=”” se=”” hacen=”” diluciones=”” de=”” la=”” misma.=”” pueden=”” ser=”” de=”” 2=””>,>

A. Diluciones decimales sucesivas

Cuando sea necesario diluir la muestra se procede de la misma forma q para «diluciones decimales sucesivas para siembra en placa», pero teniendo en cuenta q en lugar de tubos se emplean Erlenmeyer y q vol utilizados están acordes con vol necesarios para filtración de muestra sobre filtro de membrana.

B. Diluciones no decimales

Ej. Dada turbidez de muestra, se realizan serie de diluciones sucesivas: – Se diluyen 6ml de muestra en 94ml de SSF, obteniéndose dilución 6/100.- Se hace otra dilución tomando 30ml de dilución 6/100 y diluyéndola en 70ml de SSF. Dilución obtenida es 30/100.- De esa 2ª dilución (30/100) se ponen 50ml en embudo de filtración y, tras incubación, el recuento de UFC en placa es 45. El vol real de muestra filtrada será: 6/100 x 30/100 x 50 = 0,9 ml

Para hallar [] bact de muestra se empleará fórmula:

Recuento de UFC en placa Nº de microorgs/100ml = x100 Vol de muestra original filtrada en ml

Una vez aplicada a datos hallados en ej, se obtiene q nº microorg en 100ml es = a (45/0,9) x 100 =5.000

3. Fermentación en tubos múltiples o nº + probable (NMP)

Consiste en sembrar vol de muestra en serie de tubos q contienen medio de cultivo líq adecuado. Este medio permite crecimiento de microorg, o bien facilita q se produzca det reacción bioq, como fermentación. Dp de incubación, tubos q presenten reacción +, como gas en fermentación, se consideran posible/ + ya q es posible q haya otros microorg aparte de los investigados, q puedan dar reacción +, x lo q habrá q realizar 2ª prueba q confirme presencia de microorg objeto de estudio. En prueba confirmativa se resiembran tubos + de prueba presuntiva en medios selectivos. Si se desea analizar conformes totales, sobre agar M-Endo-Les y se incuba 37°C. Para analizar coliformes fecales sobre agar M-FC y se incuba 44°C. A partir de series de tubos sembrados y tubos + de fase confirmativa, se valora cant de bact presentes en muestra, leyendo tablas del NMP. Se utilizan tablas dif, sg vol de muestra q se siembra en cada serie de tubos. Se aplica al estudio de bact coliformes totales, coliformes fecales y estreptococos fecales en aguas de consumo. Interpretación de resultados se basa en distrib estadística de Poisson. Informe del análisis se hará siempre sobre base de resultados de prueba confirmativa en 100ml de muestra.

Ej:

Vol(ml) Serie Nº de tubos sembrados Tubos +

10ml 1ª 3 3 / 1ml 2ª 3 2 / 0,1ml 3ª 3 1

Se lee en tabla NMP correspondiente a tubos + de fase confirmativa 3, 2, 1, el valor 150 en 100ml.

En informe se hará constar NMP del tipo de microorg q se investiga = 150/100 ml.

Ventajas

-Permite det [] bajas de microorg. -Si [] microorg son altas se hacen diluciones. -Es mét recomendado cuando hay muestras con part insolubles o elevada carga contaminante. En estos casos es mejor q mét de «recuento en placa» o de «filtración sobre membrana».- Es mejor met cuando microorg son de crecimiento lento o cuando han sufrido cond adversas. -Se puede utilizar para recuento de anaerobios, empleando medios de cultivo prereducidos y tapados con vaselina estéril.

TÉCNICAS DE IDENTIFICACIÓN BACTNA

Para identificar bact hay q det sus carácter y compararlas con carácter de otras bact bien conocidas y clasificadas. Se dn cultivos mixtos a aqllos medios en q se hallan varias sp de microorg y cultivos puros cuando en cultivo sólo está presente 1 tipo de microorg, e d, única sp. Pasos para identificar 1 cepa:

1

Obtener cultivo puro

A partir de cultivos mixtos, se consigue sembrando muestras o cultivos líq mixtos en medios selectivos, q inhiban crecimiento de microorg no deseados y favorezcan crecimiento de los q nos interesan. Si qremos obtener cultivos puros a partir de placas donde existan aisladas dist variedades de microorg, se efectúan resiembras de colonias aisladas a otros medios de cultivo.

2

Examen macroscópico

Consiste en describir colonias aisladas sobre medio no selectivo en razón de su tamaño, forma, superficie, elevación y color.

3

Examen m.O

Se realiza a partir de colonias aisladas sobre medio no selectivo. Entre carácter de interés se halla tinción de Gram, se puede det si en cultivo hay presencia de microorg G+ o G-, o ambos, hecho q indicará q no se trata de cultivo puro. Otros aspectos interesantes son forma de bact, su agrupamiento, formación de esxas, etc

4

Pruebas bioq

Para identif de microorg con pruebas bioq, es necesario partir de cultivos puros en medios no selectivos, de 24h de evolución como máx (cultivos recientes o jóvenes). En caso de cultivos puros crecidos en medios selectivos, las colonias aisladas se deben aislar de nuevo en medio no selectivo x técnica de estría (reaislamiento)
.

1. Examen macroscópico

Ya sea a simple vista o con lupa de x10-x15, se basa en observación del aspecto de colonias aisladas q se desarrollan sobre medio de cultivo sól. El aspecto q ofrecen las colonias es fund para identificación de microorg. La observación de colonias se lleva a cabo tras correcto proceso de incubación, en el q se hayan seguido las indicaciones de Tª, tiempo y disponibilidad de O2. La misma bact puede originar colonias dif, dependiendo del medio en q se cultive, x lo q al describir colonias hay q hacer ref a medio de cultivo concreto. X otro lado, microorg dif pueden crecer sobre mismo medio, formando colonias semejantes.

• Crecimiento de colonias en placa

Los aspectos a valorar son tamaño, forma, superficie o aspecto, elevación, color, consistencia, reacción del medio y tendencia a la confluencia.

a)
tamaño de colonias depende de carga bactna depositada sobre un punto del medio de cultivo. En siembra en estría, en inicio del recorrido del asa sobre agar, habrá elevado nº microorg, pero sg se va agotando la carga microbiana, densidad de microorg depositada en medio desciende progresiva/ hasta obtener colonias aisladas. Cuando 1 colonia crece aislada, todos nutrientes estarán disponibles para < nº=”” microorg,=”” x=”” lo=”” q=”” colonia=”” tendrá=”” desarrollo=”” ópt.=”” estas=”” son=”” las=”” observadas=”” en=”” examen=””>

b)
forma de colonias (regular, lobulada, rizoide, lenticular, filamentosa …) y forma del borde (entero, dentado, fruncido, erosionado…) de colonia se pueden observar con ayuda de lupa.

Superficie

Se refiere a apariencia de superf de colonia, ej brillante, mate, lisa o rugosa.

D) Elevación sg tipo de perfil de colonia (elevada, plana, convexa, papilada…)

e)
color depende del microorg y del medio de cultivo utilizado. El color caract de 1 colonia aislada de coliformes fecales sobre agar M-FC es azul intenso, mt q si resembramos la colonia sobre agar nutritivo, tendremos colonias blanqcinas. La coloración se desarrolla x elaboración de pigmentos, x reacción con algún sustrato del medio de cultivo, o x presencia de indicadores colorimétricos de pH. Pueden ser opacas o transparentes en > o <>

f)
consistencia se comprueba tocando la colonia suave/ con asa de siembra. Pueden ser blanda, dura, viscosa, algodonosa, etc.

Reacción del medio

Puede cambiar en coloración o transparencia, dependiendo de comp del mismo y del microorg en cuestión. X ej. Si medio lleva incluida lactosa y microorg son capaces de metabolizarla, se producirá acidificación q podrá ser revelada x presencia de indicador de pH y cambio del color del medio en zona próx a colonia.

Tendencia a la confluencia

Otro aspecto a destacar es la tendencia de colonias a confluir en superf del agar. Dp de período inicial de incubación, las colonias pueden aparecer aisladas y bien separadas, pero si se prolonga tiempo de incubación, las colonias aisladas pueden llegar a formar 1 colonia + grande a partir de varias colonias + peq. Esta caract puede presentarse o no, y ser rasgo q defina comxtamiento de gr det de bact.

• Crecimiento de colonias en tubo.
El crecimiento y distribución de colonias sobre superf de agar inclinado, o en el seno de la masa de agar en cultivos en picadura, es completa/ dist a crecimiento en placa, ya q normal/ no se pueden ver colonias aisladas. Se pueden ver colonias agrupadas q adoptan distrib sobre el recorrido del asa de siembra q se asocian a objetos conocidos. Así, se puede hablar de crecimiento arborescente, rizoide, perlado, arosariado, difuso, en césped, etc.

2. Examen m.O Permite apreciar 2 aspectos fund; morfología y agrupación de bact

Morfología bactna

• Esférica coco • Oval cocobacilo • Cilíndrica Bacilo • Curvada o espiral En coma Vibrio Estruct rígida Espirilo Estruct flexible Espiroqta • Filamentosa • Formas Intermedias

Agrupación de bact

– Cocos En parejas Diplococos – En cadena Estreptococos – En tétrada Tetra – En racimo Estafilococos – En cubos Sarcina – Sin distrib especial – Bacilos En parejas Diplobacilos – En cadenas Estreptobacilos – En letras chinas o empalizada – En roseta – Sin distrib especial

CLASIFIC DE AG BIOLÓG. Gr de riesgo. En función de su patogenicidad, ag biológ son clasificados x OMS en 4 gr de riesgo en orden creciente de peligrosidad:

–

Gr 1

Ag biológicos con bajo riesgo para indiv y colectivos. No se asocian con enf en humanos o animales adultos sanos. Ej: flora habitual y microorg como E. Coli K12 y levadura de cerveza y del pan

–

Gr 2

Ag biológ q pueden causar enf en humano, pero con poca probabilidad de epidemias. Se asocian a enf en humanos y animales gral/ leves para las q se dispone de medidas de trat y prevención eficaces. >ría de bacterias (Actynomices sp, Clostridium botulinum, Enterobacter….) tb parásitos (Entamoeba histolítica) hongos (Aspergillus) virus (Citomegalovirus)

–

Gr 3

Ag biológ q pueden causar graves enf en humano y provocar epidemias xq existe probabilidad de q se propaguen a colectividad. Asociados a enf humanas graves para las q existen medidas de profilaxis o trat q limitan propagación de enf. Bacillus antracis, Mycobacterium tuberculosis, Shigella…. Parásitos, hongos virus (VIH, VHB).

–

Gr 4

Ag biológ con alto riesgo para indiv y comunidad. Se asocian a enferm humanas graves con altas probabilidades de provocar epidemias y sin q exista, gral/ medidas preventivas o terapéuticas q limiten la propagación de enf. En todos los casos es necesario uso de cabinas de seguridad y filtración de aire. No hay parásito, bacteria u hongo, pero si hay virus. Ej: virus Ebola, fiebre hemorrágica de Crimea/Congo.

NIVELES DE BIOSEGURIDAD

En correspondencia con gr de riesgo se establecen correspondientes niveles de bioseguridad. Al = q ag biológ se clasifican en 4 gr, tb existen 4 niveles de contención biológ, 1 x gr, de modo q hay un nivel 1 q afecta a ag del gr 1, un nivel de contención 2 para ag del gr 2 y niveles de contención 3 y 4 para ag biológ de gr 3 y 4, respectiva/. C/u de estos niveles pretende establecer mét de trabajo seguro q eviten o reduzcan al mín el peligro biológ x exposición del personal de lab y de otros trabajadores. Estos niveles son resultado de combinar protocolos de técnicas seguras microbiológicas e inmunológicas, con barreras 1ª (eq de protección y aparatos de seguridad) q protegen al personal y al ambiente de trabajo del lab y barreras 2ª como establecimiento de zonas, control del flujo de corrientes de aire, filtrado de salida del aire al ext, técnicas de descontaminación (desinfección y esteriliz), eliminación de residuos y otras q protegen al ambiente ext del lab. La bioseguridad de lab ha de estar organizada, cumpliendo ciertos requisitos:

Identificar y evaluar los riesgos B
Min riesgos. Cabe destacar: Medidas técnicas de disposición del lab. Medidas higiénicas referidas a hábitos personales, normas de trabajo o procedimientos de trabajo y manipulación. Medidas sanitarias. Reconocimientos médicos Formación continuada de los trabajadores

CSB Al manipular muestras biológ existe posibilidad de q se formen aerosoles en atm del lab, con peligro de inhalación x parte del personal. Si ag biológ es esp/ infeccioso puede suponer un grave riesgo no sólo para los q lo manipulan, sino tb para personas ajenas y otros seres vivos. Con el fin de reducir riesgos biológ se emplean sist de ventilación q producen presión – respecto a presión atm en lab, o bien se utilizan CS. Éstas se subdividen en campanas extractoras de gases, cabinas de flujo laminar y CBS. CSB se utilizan en procedimientos q pueden originar aerosoles biopeligrosos. Protegen al trabajador y al ambiente del riesgo q se sufre al manipular material biológ. Hay varias clases, dependiendo del º de seguridad q se quiera conseguir:

– CSB clase 1:vitrina abierta al espacio del laboratorio, y un dispositivo de extracción de aire a través de filtro q retiene partíc q pudieran haber. El aire, antes de devolverlo a atmósfera, pasa x filtro HEPA (High Efficiency Partículate Air), q garantiza una eficacia mín 99,99% en partíc de 0,3 micrómetros de diámetro.

– CSB clase II:son básica/ como tipo I, pero diseñadas para evitar tanto contaminación de trabajadores y ambiente, como para proteger a materiales y muestras q se manipulan. Filtran aire de entrada como de salida.

– CSB clase III: Son + seguras. El ambiente de cabina está separado del manipulador x mamparas de vidrio, accediendo a ella a través de guantes de goma q van incluidos en cabina. El ambiente q respira manipulador es distinto al de la cabina.